Вышедшие номера
Home » Оптика и спектроскопия » Год 2020, выпуск 6 » Статья стр. 795
<<<>>>
Исследование интернализации контейнеров с антимикотиком клетками фибробластов методами визуализирующей проточной цитометрии и конфокальной лазерной сканирующей микроскопии
DOI: 10.21883/OS.2020.06.49413.26-20
Переводная версия: 10.1134/S0030400X20060235
Верховский Р.А.1, Ленгерт Е.В.1, Савельева М.С.1, Козлова А.А.1, Тучин В.В.1, Свенская Ю.И.1
1Саратовский национальный исследовательский государственный университет им. Н.Г. Чернышевского, Саратов, Россия
Email: r.a.verhovskiy@mail.ru
Выставление онлайн: 3 апреля 2020 г.
PDF версия
Разработка и оптимизация систем адресной доставки лекарственных веществ является активно развивающимся направлением фармацевтики. К важным свойствам, предъявляемым к разрабатываемым контейнерам-носителям, относится не только возможность доставки, высвобождения и локализации иммобилизованного терапевтического агента в зоне патологического изменения, но и безопасность применения для организма. Интернализация является одним из косвенных доказательств биосовместимости носителей, содержащих терапевтический агент, поскольку отражает результат их взаимодействия с клеткой. Сохранение жизнеспособности клетки после проникновения носителя внутрь свидетельствует о его безопасности. Таким образом, оценка эффективности захвата носителей различными клеточными линиями позволяет получить информацию об их биосовместимости. Конфокальная лазерная сканирующая микроскопия рутинно применяется для решения данной задачи. Однако такой метод обладает рядом недостатков, в числе которых высокая трудо- и времязатратность, не позволяющая получить большой массив данных в короткие сроки. Классические системы проточной цитофлуориметрии также широко применяются для оценки цитотоксичности и позволяют проанализировать до нескольких тысяч объектов в секунду. Однако подобные системы, в отличие от конфокальных лазерных сканирующих микроскопов, не позволяют получать изображения объектов и, как следствие, верифицировать полученные данные. Новое поколение проточных цитометров объединило в себе сильные стороны вышеупомянутых методов. Так, существующие на сегодняшний день системы проточной цитометрии с возможностью визуализации позволяют анализировать порядка 5000 объектов в секунду, предоставляя при этом их флуоресцентные и светлопольные изображения. Однако стоит отметить, что применение гидродинамической фокусировки объектов в фокальной области объектива, используемого для визуализации, не исключает возможности их флуктуаций в потоке и, как следствие, не позволяет сделать однозначный вывод о локализации носителей в пределах клетки. Кроме того, анализ интернализации носителей, обеспечивающих пролонгированную доставку лекарственного средства, при использовании данного метода затруднен по причине накопления высвобождаемого из носителя флуоресцентно меченного препарата в эндосомах клетки. Для решения данной проблемы нами была проведена оптимизация протокола оценки частиц методом визуализирующей проточной цитофлуориметрии. Изучался захват субмикронных частиц ватерита клетками дермальных фибробластов мыши. Сравнительное исследование захвата частиц клетками с помощью методов конфокальной лазерной сканирующей микроскопии и визуализирующей проточной цитофлуориметрии продемонстрировало отличную корреляцию полученных данных. Высокая пропускная способность метода проточной цитометрии в сочетании с оптимизированным алгоритмом анализа по определению локализации частиц в клетке позволяет осуществлять быструю оценку качества интернализации исследуемого образца. Ключевые слова: визуализирующая проточная цитофлуориметрия, конфокальная лазерная сканирующая микроскопия, адресная доставка лекарств, субмикронные контейнеры-носители, оценка интернализации частиц клетками.
  1. Decherchi P., Cochard P., Gauthier P. // J. Neurosci. Methods. 1997. V. 71. N 2. P. 205. doi 10.1016/S0165-0270(96)00146-X
  2. Jones K.H., Senft J.A. // J. Histochem. Cytochem. 1985. V. 33. N 1. P. 77. doi 10.1177/33.1.2578146
  3. Tennant J.R. // Transplantation. 1964. V. 2. N 6. P. 685. doi 10.1097/00007890- 196411000-00001
  4. Stockert J.C., Blazquez-Castro A., Canete M., Horobin R.W., Villanueva A. // Acta Histochem. 2012. V. 114. N 8. P. 785. doi 10.1016/j.acthis.2012.01.006
  5. Rampersad S.N. // Sensors. 2012. V. 12. N 9. P. 12347. doi 10.3390/s120912347
  6. Konopacka- yskawa D. // Crystals. 2019. V. 9. N 4. P. 223. doi 10.3390/cryst9040223
  7. Feoktistova N.A., Vikulina A.S., Balabushevich N.G., Skirtach A.G., Volodkin D. // Mater. Des. 2020. V. 185. P. 108223. doi 10.1016/j.matdes.2019.108223
  8. Balabushevich N.G., Lopez de Guerenu A. V., Feoktistova N.A., Skirtach A.G., Volodkin D. // Macromol. Biosci. 2016. V. 16. N 1. P. 95. doi 10.1002/mabi.201500243
  9. Roth R., Schoelkopf J., Huwyler J., Puchkov M. // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2018. V. 122. P. 96. doi 10.1016/j.ejpb.2017.10.012
  10. Madadlou A., Floury J., Pezennec S., Dupont D. // Food Hydrocoll. 2018. V. 84. P. 38. doi 10.1016/j.foodhyd.2018.05.054
  11. Yanina I.Y., Svenskaya Y.I., Prikhozhdenko E.S., Bratashov D.N., Lomova M.V., Gorin D.A., Sukhorukov G.B., Tuchin V.V. // J. Biophotonics. 2018. V. 11. N 11. P. e201800058. doi 10.1002/jbio.201800058
  12. Kazakova L.I., Shabarchina L.I., Sukhorukov G.B. // Phys. Chem. Chem. Phys. 2011. V. 13. N 23. P. 11110. doi 10.1039/c1cp20354a
  13. Donatan S., Yashchenok A., Khan N., Parakhonskiy B., Cocquyt M., Pinchasik B.-E., Khalenkow D., Mohwald H., Konrad M., Skirtach A. // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2016. V. 8. N 22. P. 14284--14292. doi 10.1021/acsami.6b03492
  14. Chen S., Zhao D., Li F., Zhuo R.-X., Cheng S.-X. // RSC Adv. 2012. V. 2. N 5. P. 1820. doi 10.1039/c1ra00527h
  15. Borodina T., Markvicheva E., Kunizhev S., Mohwald H., Sukhorukov G.B., Kreft O. // Macromol. Rapid Commun. 2007. V. 28. N 18--19. P. 1894. doi 10.1002/marc.200700409
  16. Vostrikova A.V., Prikhozhdenko E.S., Mayorova O.A., Goryacheva I.Y., Tarakina N. V., Sukhorukov G.B., Sapelkin A.V. // Sci. Rep. 2018. V. 8. N 1. P. 9394. doi 10.1038/s41598-018-27488-w
  17. Guo S., Yang M., Chen M., Zhang J., Liu K., Ye L., Gu W. // Dalt. Trans. 2015. V. 44. N 17. P. 8232. doi 10.1039/C5DT00837A
  18. German S.V., Novoselova M.V., Bratashov D.N., Demina P.A., Atkin V.S., Voronin D.V., Khlebtsov B.N., Parakhonskiy B.V., Sukhorukov G.B., Gorin D.A. // Sci. Rep. 2018. V. 8. N 1. P. 17763. doi 10.1038/s41598-018-35846-x
  19. Parakhonskiy B.V., Svenskaya Y.I., Yashchenok A.М., Fattah H.A., Inozemtseva O.A., Tessarolo F., Antolini R., Gorin D.A. // Colloids Surfaces B Biointerfaces. 2014. V. 118. P. 243. doi 10.1016/j.colsurfb.2014.03.053
  20. Sergeeva A., Sergeev R., Lengert E., Zakharevich A., Parakhonskiy B., Gorin D., Sergeev S., Volodkin D. // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2015. V. 7. N 38. P. 21315. doi 10.1021/acsami.5b05848
  21. Li M., Wang Y., Zhang Y., Yu J., Ge S., Yan M. // Biosens. Bioelectron. 2014. V. 59. P. 307. doi 10.1016/j.bios.2014.03.072
  22. Stetciura I.Y., Markin A.V., Ponomarev A.N., Yakimansky A.V., Demina T.S., Grandfils C., Volodkin D.V., Gorin D.A. // Langmuir. 2013. V. 29. N 12. P. 4140. doi 10.1021/la305117t
  23. Sudareva N., Suvorova O., Saprykina N., Smirnova N., Bel'tyukov P., Petunov S., Radilov A., Vilesov A. // J. Microencapsul. 2018. V. 35. N 7--8. P. 619. doi 10.1080/02652048.2018.1559247
  24. Kim S.K., Foote M.B., Huang L. // Cancer Lett. 2013. V. 334. N 2. P. 311. doi 10.1016/j.canlet.2012.07.011
  25. Svenskaya Y., Parakhonskiy B., Haase A., Atkin V., Lukyanets E., Gorin D., Antolini R. // Biophys. Chem. 2013. V. 182. P. 11. doi 10.1016/j.bpc.2013.07.006
  26. Qiu N., Yin H., Ji B., Klauke N., Glidle A., Zhang Y., Song H., Cai L., Ma L., Wang G., Chen L., Wang W. // Mater. Sci. Eng. C. 2012. V. 32. N 8. P. 2634. doi 10.1016/j.msec.2012.08.026
  27. Marchenko I., Borodina T., Trushina D., Rassokhina I., Volkova Y., Shirinian V., Zavarzin I., Gogin A., Bukreeva T. // J. Microencapsul. 2018. V. 35. N 7--8. P. 657. doi 10.1080/02652048.2019.1571642
  28. Svenskaya Y.I., Pavlov A.M., Gorin D.A., Gould D.J., Parakhonskiy B.V., Sukhorukov G.B. // Colloids Surfaces B Biointerfaces. 2016. V. 146. P. 171. doi 10.1016/j.colsurfb.2016.05.090
  29. Lengert E., Verkhovskii R., Yurasov N., Genina E., Svenskaya Y. // Mater. Lett. 2019. V. 248. P. 211. doi 10.1016/j.matlet.2019.04.028
  30. Gusliakova O.I., Lengert E.V., Atkin V.S., Tuchin V.V., Svenskaya Y.I. // Opt. Spectrosc. 2019. V. 126. N 5. P. 539. doi 10.1134/S0030400X19050114
  31. Trushina D.B., Borodina T.N., Artemov V.V., Bukreeva T.V.// Tech. Phys. 2018. V. 63. N 9. P. 1345. doi 10.1134/S1063784218090220
  32. Svenskaya Y.I., Genina E.A., Parakhonskiy B.V., Lengert E.V., Talnikova E.E., Terentyuk G.S., Utz S.R., Gorin D.A., Tuchin V.V., Sukhorukov G.B. // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2019. V. 11. N 19. P. 17270. doi 10.1021/acsami.9b04305
  33. Parakhonskiy B., Zyuzin M.V., Yashchenok A., Carregal-Romero S., Rejman J., Mohwald H., Parak W.J., Skirtach A.G. // J. Nanobiotechnology. 2015. V. 13. N 1. P. 53. doi 10.1186/s12951-015-0111-7
  34. Schmidt S., Uhlig K., Duschl C., Volodkin D. // Acta Biomater. 2014. V. 10. N 3. P. 1423. doi 10.1016/j.actbio.2013.11.011
  35. Kunwar A., Barik A., Mishra B., Rathinasamy K., Pandey R., Priyadarsini K.I. // Biochim. Biophys. Acta-Gen. Subj. 2008. V. 1780. N 4. P. 673. doi 10.1016/j.bbagen.2007.11.016
  36. De Koker S., De Geest B.G., Cuvelier C., Ferdinande L., Deckers W., Hennink W.E., De Smedt S.C., Mertens N. // Adv. Funct. Mater. 2007. V. 17. N 18. P. 3754. doi 10.1002/adfm.200700416
  37. Agard D.A., Sedat J.W. // Nature. 1983. V. 302. N 5910. P. 676. doi 10.1038/302676a0
  38. Carlsson K., Danielsson P.E., Liljeborg A., Majlof L., Lenz R., Angstremslund N. // Opt. Lett. 1985. V. 10. N 2. P. 53. doi 10.1364/OL.10.000053
  39. German S.V., Novoselova M.V., Bratashov D.N., Demina P.A., Atkin V.S., Voronin D.V., Khlebtsov B.N., Parakhonskiy B.V., Sukhorukov G.B., Gorin D.A. // Sci. Rep. 2018. V. 8. N 1. P. 17763. doi 10.1038/s41598-018-35846-x
  40. Riccardi C., Nicoletti I. // Nat. Protoc. 2006. V. 1. N 3. P. 1458. doi 10.1038/nprot.2006.238
  41. Vranic S., Boggetto N., Contremoulins V., Mornet S., Reinhardt N., Marano F., Baeza-Squiban A., Boland S. // Part. Fibre Toxicol. 2013. V. 10. N 1. P. 2. doi 10.1186/1743-8977-10-2
  42. Donath E., Sukhorukov G.B., Caruso F., Davis S.A., Mohwald H. // Angew. Chemie Int. Ed. 1998. V. 37. N 16. P. 2201. doi 10.1002/(SICI)1521-3773(19980904)37:16 <2201::AID-ANIE2201>3.0.CO;2-E
  43. Gorin D.A., Portnov S.A., Inozemtseva O.A., Luklinska Z., Yashchenok A.M., Pavlov A.M., Skirtach A.G., Mohwald H., Sukhorukov G.B. // Phys. Chem. Chem. Phys. 2008. V. 10. N 45. P. 6899. doi 10.1039/b809696a

Подсчитывается количество просмотров абстрактов ("html" на диаграммах) и полных версий статей ("pdf"). Просмотры с одинаковых IP-адресов засчитываются, если происходят с интервалом не менее 2-х часов.

Дата начала обработки статистических данных - 27 января 2016 г.

Учредители

Издатель

© 2024 Физико-технический институт им. А.Ф. Иоффе Российской академии наук
Powered by webapplicationthemes.com - High quality HTML Theme