Вышедшие номера
Home » Оптика и спектроскопия » Год 2025, выпуск 5 » Статья стр. 473
<<<>>>
Компактный сапфировый волоконный зонд для интраоперационного анализа нарушения микроциркуляции
Российский научный фонд, 24-44-00082
Платонова А.А. 1, Александрова П.В. 1, Кудрявцева С.П.2, Зотов А.К. 1,3, Зайцев К.И. 1, Долганов К.Б. 1, Курлов В.Н. 3, Долганова И.Н. 3,4
1Институт общей физики им. А.М. Прохорова РАН, Москва, Россия
2Первый МГМУ им. И.М. Сеченова, Институт клинической медицины им. Н.В. Склифосовского, Москва, Россия
3Институт физики твердого тела им. Ю.А. Осипьяна РАН, Черноголовка, Россия
4Саратовский национальный исследовательский государственный университет им. Н.Г. Чернышевского, Саратов, Россия
Email: platlina.hibou2001@yandex.ru, aleksandrovapolina98@gmail.com, schennikova2001@gmail.com, AKZotov@hotmail.com, kirzay@gmail.com, dolganofff@mail.ru, kurlov59@gmail.com, in.dolganova@gmail.com
Поступила в редакцию: 9 декабря 2024 г.
В окончательной редакции: 12 декабря 2024 г.
Принята к печати: 12 декабря 2024 г.
Выставление онлайн: 1 июля 2025 г.
PDF версия
Возникающие в клинической практике нарушения микроциркуляции и их последствия (гипоксия, ишемия и последующий некроз тканей) являются крайне нежелательными осложнениями. По этой причине одной из главных задач для современной медицины является контроль состояния ткани и выявления патологий во время хирургических операций. Для решения поставленной задачи в настоящей статье рассмотрен компактный сапфировый волоконный зонд, работающий на основе анализа диффузно рассеянного излучения. Этот метод позволяет проводить измерения эффективного коэффициента ослабления ткани и его изменений во времени, что дает возможность интраоперационно оценивать состояние ткани во время нарушений микроциркуляции. Благодаря компактной конструкции зонда он может быть использован в качестве вспомогательного инструмента для довольно широкого круга хирургических операций и диагностических задач. Целесообразность предложенного зонда для детектирования нарушения микроциркуляции была проанализирована экспериментально, при использовании двух типов образцов - жидкостного фантома на основе липидной эмульсии и гемоглобина и мышечной ткани ex vivo - при введении в них фермента. Действие фермента на гемоглобин и мышечную ткань, имитирующее эффект нарушения кровообращения, позволили качественно продемонстрировать эффективность сапфирового зонда. Ключевые слова: диффузное рассеяние, эффективный коэффициент ослабления, сапфир, интраоперационный мониторинг.
  1. P.F. Do Amaral Tafner, F.K. Chen, R.R. Filho, T.D. Corr\^ea, R.C. De Freitas Chaves, A.S. Neto. Rev. Bras. Ter. Intensiva., 29 (2), 238-247 (2017). DOI: 10.5935/0103-507X.20170033
  2. C.A. den Uil, E. Klijn, W.K. Lagrand, J.J. Brugts, C. Ince, P.E. Spronk, M.L. Simoons. Prog. Cardiovasc. Dis., 51 (2), 161-170 (2008). DOI: 10.1016/j.pcad.2008.07.002
  3. N. Nakayama, S. Kuroda, K. Houkin, S. Takikawa, H. Abe. Acta. Neurochir., 143 (1), 17-24 (2001). DOI: 10.1007/s007010170133
  4. V.V. Tuchin, J. Popp, V. Zakharov. Multimodal Optical Diagnostics of Cancer (Springer Nature, Cham, 2020). DOI: 10.1007/978-3-030-44594-2
  5. D.K. Tuchina, V.V. Tuchin. J. Biomed. Photonics. \& Eng., 4 (2), 020201 (2018). DOI: 10.18287/jbpe18.04.020201
  6. R. Fitridge, M. Thompson. Mechanisms of vascular disease: A reference book for vascular specialists (The University of Adelaide Press, Adelaide, 2011). DOI: 10.1017/UPO9781922064004
  7. G.H. Pratt, E. Krahl. The American J. Surgery, 87 (5), 722-729 (1954). DOI: 10.1016/0002-9610(54)90171-3
  8. A. Raabe, J. Beck, R. Gerlach, M. Zimmermann, V. Seifert. Neurosurgery, 52 (1), 132-139 (2003). DOI: 10.1097/00006123-200301000-00017
  9. M. Mokry, P. Gal, M. Harakalova, Z. Hutnanova, J. Kusni r, S. Mozes, J. Sabo. Photochem. Photobiol., 83 (5), 1193-1196 (2007). DOI: 10.1111/j.1751-1097.2007.00132.x
  10. V.L. Fredrickson, J.J. Russin, B.A. Strickland, J. Bakhsheshian, A.P. Amar. Neurosurgу Clin. N. Am., 28 (4), 603-613 (2017). DOI: 10.1016/j.nec.2017.05.011
  11. A.I. Krupatkin. Hum. Physiol., 44, 581-591 (2018). DOI: 10.1134/S0362119718050079
  12. N. Hecht, J. Woitzik, J.P. Dreier, P. Vajkoczy. Neurosurg. Focus, 27 (4), E11 (2009). DOI: 10.3171/2009.8. FOCUS09148
  13. S.M.S. Kazmi, E. Faraji, M.A. Davis, Y.-Y. Huang, X.J. Zhang, A.K. Dunn. Biomed. Opt. Express, 6 (7), 2258-2608 (2015). DOI: 10.1364/boe.6.002588
  14. A.A. Kamshilin, V.V. Zaytsev, A.V. Lodygin, V.A. Kashchenko. Sci. Rep., 12 (1), 1143 (2022). DOI: 10.1038/s41598-022-05080-7
  15. O.V. Mamontov, A.V. Shcherbinin, R.V. Romashko, A.A. Kamshilin. Appl. Sci., 10 (18), 6192 (2020). DOI: 10.3390/APP10186192
  16. L. Wang, Z. Chen, Y. Li, J. Yang, Y. Li. Sci. Rep., 9 (1), 5980 (2019). DOI: 10.1038/s41598-019-42520-3
  17. E. Kiseleva, M. Ryabkov, M. Baleev, E. Bederina, P. Shilyagin, A. Moiseev, V. Beschastnov, I. Romanov, G. Gelikonov, N. Gladkova. Diagnostics, 11 (4), 705 (2021). DOI: 10.3390/diagnostics11040705
  18. M.G. Nichols, E.L. Hull, T.H. Foster. Appl. Opt., 36 (1), 93-104 (1997). DOI: 10.1364/AO.36.000093
  19. M. Larsson, H. Nilsson, T. Stromberg. Appl. Opt., 42 (1), 124-134 (2003). DOI: 10.1364/ao.42.000124
  20. Z. Shi, Y. Fan, H. Zhao, K. Xu. J. Biomed. Opt., 17 (6), 067004 (2012). DOI: 10.1117/1.jbo.17.6.06700
  21. C. Zhu, S. Chen, C.H.-K. Chui, B.-K. Tan, Q. Liu. Biomed. Opt. Express, 7 (2), 570-580 (2016). DOI: 10.1364/boe.7.000570
  22. R.C. Mesquita, N. Skuli, M.N. Kim, J. Liang, S. Schenkel, A.J. Majmundar, M.C. Simon, A.G. Yodh. Biomed. Opt. Express, 1 (4), 1173-1187 (2010). DOI: 10.1364/boe.1.001173
  23. S. Fantini, M.-A. Franceschini, J.S. Maier, S.A. Walker, B.B. Barbieri, E. Gratton. Opt. Eng., 34 (1), (1995). DOI: 10.1117/12.183988
  24. V.V. Tuchin. Tissue optics: Light scattering methods and instruments for medical diagnosis: Third edition, 3rd ed. (SPIE, California, 2015). DOI: 10.1117/3.1003040
  25. A.M.K. Nilsson, R. Berg, S. Andersson-Engels. Appl. Opt., 34 (21), 4609-4619 (1995). DOI: 10.1364/ao.34.004609
  26. B. Hallacoglu, A. Sassaroli, S. Fantini, PLoS One, 8 (5), e64095 (2013). DOI: 10.1371/journal.pone.0064095
  27. U. Utzinger, R.R. Richards-Kortum. J. Biomed. Opt., 8 (1), 121-147 (2003). DOI: 10.1117/1.1528207
  28. A.A. Platonova, P.V. Aleksandrova, A.I. Alekseeva, S.P. Kudryavtseva, A.K. Zotov, K.I. Zaytsev, K.B. Dolganov, I.V. Reshetov, V.N. Kurlov, I.N. Dolganova. J. Biophotonics, 17 (11), e202400368 (2024). DOI: 10.1002/jbio.202400368
  29. K. Stock, T. Stegmayer, R. Graser, W. Forster, R. Hibst. Lasers Surg. Med., 44 (10), 815-823 (2012). DOI: 10.1002/lsm.22091
  30. I.N. Dolganova, I.A. Shikunova, A.K. Zotov, M.A. Shchedrina, I.V. Reshetov, K.I. Zaytsev, V.V. Tuchin, V.N. Kurlov. J. Biophotonics, 13 (10), e202000164 (2020). DOI: 10.1002/jbio.202000164
  31. M. Ahmad, M. Ismail. J. Cosmet. Dermatol., 20 (11), 3610-3615 (2021). DOI: 10.1111/jocd.14006
  32. T.J. Polletto, A.K. Ngo, A. Tchapyjnikov, K. Levin, D. Tran, N.M. Fried. Lasers Surg. Med., 38 (8), 787-791 (2006). DOI: 10.1002/lsm.20382
  33. A.V. Pushkarev, S.S. Ryabikin, D.I. Tsiganov, A.K. Zotov, V.N. Kurlov, I.N. Dolganova. J. Biomed. Photonics \& Eng., 8 (4), 040501 (2022). DOI: 10.18287/JBPE22.08.040501
  34. I.N. Dolganova, A.K. Zotov, L.P. Safonova, P.V. Aleksandrova, I.V. Reshetov, K.I. Zaytsev, V.V. Tuchin, V.N. Kurlov. J. Biophotonics, 16 (3), e202200288 (2023). DOI: 10.1002/jbio.202200288
  35. H.E. LaBelle. J. Cryst. Growth, 50 (1), 8-17 (1980). DOI: 10.1016/0022-0248(80)90226-2
  36. V.N. Kurlov, S.N. Rossolenko, N.V. Abrosimov, K. Lebbou. Crystal Growth Processes Based on Capillarity: Czochralski, Floating Zone, Shaping and Crucible Techniques (John Wiley and Sons, Capstone, 2010). DOI: 10.1002/9781444320237.ch5
  37. W.G. Zijlstra, A. Buursma, O.W. van Assendelft. Visible and Near Infrared Absorption Spectra of Human and Animal Haemoglobin (Taylor and Francis Group, London, 2021). DOI: 10.1201/9780429071096
  38. A.N. Bashkatov, E.A. Genina, V.I. Kochubey, V.V. Tuchin. J. Phys. D. Appl. Phys., 38 (15), 2543 (2005). DOI: 10.1088/0022-3727/38/15/004
  39. D.S. Myagkonosov, D.V. Abramov, I.N. Delitskaya, E.G. Ovchinnikova. Pisevye Sistemy/Food Systems, 5 (1), 47-54 (2022). DOI: 10.21323/2618-9771-2022-5-1-47-54
  40. B.M. Dunn. Chem. Rev., 102 (12), 4431-4458 (2002). DOI: 10.1021/cr010167q
  41. J. Motyan, F. Toth, J. Tozser. Biomolecules, 3 (4), 923-942 (2013). DOI: 10.3390/biom3040923
  42. A. Ishimaru. Appl. Opt., 28 (12), 2210-2215 (1989). DOI: 10.1364/ao.28.002210
  43. T.J. Farrell, M.S. Patterson, B. Wilson. Med. Phys., 19 (4), 879-888 (1992). DOI: 10.1118/1.596777
  44. H. Assadi, R. Karshafian, A. Douplik. Int. J. Photoenergy, 2014 (1), 471764 (2014). DOI: 10.1155/2014/471764
  45. N. Kollias, I.S. Seo, P.R. Bargo. J. Biophotonics, 3 (1-2), 15-24 (2010). DOI: 10.1002/jbio.200900066

Подсчитывается количество просмотров абстрактов ("html" на диаграммах) и полных версий статей ("pdf"). Просмотры с одинаковых IP-адресов засчитываются, если происходят с интервалом не менее 2-х часов.

Дата начала обработки статистических данных - 27 января 2016 г.

Учредители

Издатель

© 2025 Физико-технический институт им. А.Ф. Иоффе Российской академии наук
Powered by webapplicationthemes.com - High quality HTML Theme