Вышедшие номера
Home » Оптика и спектроскопия » Год 2019, выпуск 12 » Статья стр. 1039
<<<>>>
Мониторинг изменения содержания кислорода в тканях по кинетике замедленной флуоресценции экзогенных красителей
DOI: 10.21883/OS.2019.12.48706.377-18
Переводная версия: 10.1134/S0030400X19120129
Министерство образования и науки Российской Федераци, 3.6358.2017/8.9
Летута С.Н.1, Пашкевич С.Н.1, Алиджанов Э.К.1, Лантух Ю.Д.1, Раздобреев Д.А.1, Чакак А.А.1, Ишемгулов А.Т.1
1Оренбургский государственный университет, Оренбург, Россия
Email: letuta@mail.oru.ru, ppsnya@yandex.ru, azamat.ischemgulov@yandex.ru
Выставление онлайн: 19 ноября 2019 г.
PDF версия
Исследована динамика потребления кислорода при фотодинамических процессах и последующее восстановление его содержания в злокачественных опухолях и здоровых тканях мышей in vitro по кинетике длительной люминесценции ксантеновых красителей. Показано, что для оценки изменения концентрации кислорода в тканях можно использовать замедленную флуоресценцию, обусловленную синглет-триплетной аннигиляцией синглетного кислорода и сенсибилизатора в триплетном состоянии. В опухолях при импульсно-периодическом возбуждении сенсибилизаторов обнаружено обратимое тушение замедленной флуоресценции, которое связано с уменьшением количества кислорода в тканях в ходе фотодинамических процессов. Предложен способ наглядной визуализации восстановления исходного содержания кислорода в тканях. Ключевые слова: синглет-триплетная аннигиляция возбужденных состояний, фотодинамическое действие, замедленная флуоресценция.
  1. Krasnovsky A.A., Jr. // J. Photochem. Photobiol. 2008. V. 196. P. 210-218. doi 10.1016/j.jphotochem.2007.12.015
  2. Liu W., Zhang X.H., Liu K.P., Zhang S.D., Duan Y.X. // Chinese Science Bulletin. 2013. V. 58. P. 2003-2016. doi 10.1007/s11434-013-5826-y
  3. Ormond A.B., Freeman H.S. // Materials. 2013. V. 6. P. 817-840. doi 10.3390/ma6030817
  4. Berezin M.Y., Achilefu S. // Chem. Rev. 2010. V. 110. P. 2641-2684. doi 10.1021/cr900343z
  5. Quaranta M., Borisov S.M., Klimant I. // Bioanal. Rev. 2012. V. 4 (2-4). P. 115-157. doi 10.1007/s12566-012-0032-y
  6. Dmitriev R.I., Papkovsky D.B. // Cell. Mol. Life Sci. 2012. V. 69. P. 2025-2039. doi 10.1007/s00018-011-0914-0
  7. Roussakis E., Li Z., Nichols A.J., Evans C.L. // Angew. Chem. Int. Edit. 2015. V. 54 (29). P. 8340-8362. doi 10.1002/anie.201506847
  8. Zach P.W., Freunberger S.A., Klimant I., Borisov S.M. // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2017. V. 9 (43). P. 38008-38023. doi 10.1021/acsami.7b10669
  9. Niedre M., Patterson M.S., Wilson B.C. // Photochem. Photobiol. 2002. V. 75. P. 382-391. doi 10.1562/0031-8655(2002)0750382DNILDO2.0.CO2
  10. Mik E.G. // Anesth Analg. 2013. V. 117. P. 834-846. doi 10.1213/ANE.0b013e31828f29da
  11. Snyder J.W., Zebger I., Gao Z., Poulsen L., Frederiksen P.K., Skovsen E., Mcllroy S.P., Klinger M., Andersen L.K., Ogilby P.R. // Acc. Chem. Res. 2004. V. 37. P. 894-901. doi 10.1021/ar040075y
  12. Li B., Lin H., Chen D., Wilson B.C., Gu Y.J. // Innov. Opt. Health Sci. 2013. V. 6. P. 1330002. doi 10.1142/S1793545813300024
  13. Koh E., Fluhr R. // Plant Signal Behav. 2016. V. 11. P. e1192742. doi 10.1080/15592324.2016.1192742
  14. Kessel D., Price M. // Photochem. Photobiol. 2012. V. 88. P. 717-720. doi 10.1111/j.1751-1097.2012.01106.x
  15. Flors C., Fryer M.J., Waring J., Reeder B., Bechtold U., Mullineaux P.M., Nonell S., Wilson M.T., Baker N.R. // J. Exp. Bot. 2006. V. 57. P. 1725-1734. doi 10.1093/jxb/erj181
  16. Gollmer A., Arnbjerg J., Blaikie F.H., Pedersen B.W., Breitenbach T., Daasbjerg K., Glasius M., Ogilby P.R. // Photochem. Photobiol. 2011. V. 87. P. 671-679. doi 10.1111/j.1751-1097.2011.00900.x
  17. Luengas S.L.P., Mari.n G.H., Aviles K., Acuna R.C., Roque G., Nieto F.J.R., Sanchez F., Tarditi A., Rivera L., Mansilla E.V. // Cancer Biother. Radiopharm. 2014. V. 29. P. 435-443. doi 10.1089/cbr.2014.1718
  18. You M.X., Wang Y.X., Wang H., Yang R.H. // Chinese Sci. Bull. 2011. V. 56. P. 3253-3259
  19. Kurokawa H., Ito H., Inoue M., Tabata K., Sato Y., Yamagata K., Kizaka-Kondoh Sh., Kadonosono T., Yano Sh., Inoue M., Kamachi T. // Sci. Rep. 2015. V. 5. P. 10657. doi 10.1038/srep10657
  20. Mik E.G., Stap J., Sinaasappel M., Beek J.F., Aten J.A., van Leeuwen T.G., Ince C. // Nat. Methods 2006. V. 3 (11). P. 939-945. doi 10.1038/nmeth940
  21. Losev A.P., Knyukshto V.N., Zhuravkin I.N. // J. Appl. Spectr. 1991. V. 60. P. 71-76. doi 10.1007/BF02606080
  22. Feng T., Grusenmayer T.A., Lupin M., Schmehl R.H. // Photochem. Photobiol. 2015. V. 91. P. 705-713. doi 10.1111/php.12381
  23. Nugent W.H., Song B.K., Pittman R.N., Golub A.S. // Microvasc. Res. 2016. V. 105. P. 15-22. doi 10.1016/j.mvr.2015.12.007
  24. Parker C.A., Hatchard C.G. // Trans. Faraday Soc. 1961. V. 57. P. 1894-1904
  25. Kautsky H., Muller G.O. // Z. Naturforschung A. 1947. V. 2. P. 167-172
  26. Bolton P.H., Kenner R.D., Khan A.U. // J. Chem. Phys. 1972. V. 57. P. 5604
  27. Kucherenko M.G., Melnik M.P. // J. Eur. Opt. Soc. 1994. V. 3. P. 235-241
  28. Bryukhanov V.V., Ketsle G.A., Laurinas V.Ch., Levshin L.V., Muldakhmetov Z.M. // J. Appl. Spectr. 1987. V. 46. P. 372-377. doi 10.1007/BF00660047
  29. Vinklarek I.S., Scholz M., Dvedic R., Hala J. // Photochem. Photobiol. Sci. 2016. V. 16. P. 507-518. doi 10.1039/c6pp00298f
  30. Scholz M., Biehl A., Dvedic R., Hala J. // Photochem. Photobiol. Sci. 2013. V. 12. P. 1873-1884. doi 10.1039/C6PP00298F
  31. Letuta S.N., Pashkevich S.N., Ishemgulov A.T., Lantukh Yu.D., Alidzhanov E.K., Sokabaeva S.S., Bryukhanov V.V. // J. Photochem. Photobiol. B. 2016. V. 163. P. 232-236. doi 10.1016/j.jphotobiol.2016.08.036
  32. Ишемгулов А.Т., Летута С.Н., Пашкевич С.Н., Алиджанов Э.К., Лантух Ю.Д. // Опт. и спектр. 2017. Т. 123. С. 818-824; Ishemgulov A.T., Letuta S.N., Pashkevich S.N., Alidzhanov E.K., Lantukh Yu.D. // Opt. and Spectr. 2017. V. 123. P. 828-834. doi 10.7868/S0030403417110095
  33. Moiseeva E.V. Original approaches to test anti-breast cancer drugs in a novel set of mouse models // Proefschrift Universiteit Utrecht, 2005. -- 191 p
  34. Garg A.D., Bose M., Ahmed M.I., Bonass W.A., Wood S.R. // PLoS One. 2012. V. 7. P. e34475. doi 10.1371/journal.pone.0034475
  35. Jensen R.L., Arnbjerg J., Birkedal H., Ogilby P.R. // J. Am. Chem. Soc. 2011. V. 133. P. 7166-7173. doi 10.1021/ja2010708
  36. Carreau A., El Hafny-Rahbi B., Matejuk A., Grillon C., Kieda C. // J. Cell. Mol. Med. 15, 1239-1253 (2011). doi 10.1111/j.1582-4934.2011.01258.x
  37. Alberts B., Johnson A., Lewis J., Raff M., Roberts K., Walter P. Molecular Biology of the Cell, 4th ed, Garland Science, New York, 2002
  38. Pandey R.K., Kessel D., Dougherty T.J. Handbook of photodynamic therapy. Updates on recent applications of porphyrin-based compounds, World Scientific Pub Co Inc., 2016
  39. Chen Q., Huang Z., Chen H., Shapiro H., Beckers J., Hetzel F.W. // Photochem. Photobiol. 2002. V. 76. P. 197-203. doi 10.1562/0031-8655(2002)0760197IOTRBM2.0.CO2

Подсчитывается количество просмотров абстрактов ("html" на диаграммах) и полных версий статей ("pdf"). Просмотры с одинаковых IP-адресов засчитываются, если происходят с интервалом не менее 2-х часов.

Дата начала обработки статистических данных - 27 января 2016 г.

Учредители

Издатель

© 2024 Физико-технический институт им. А.Ф. Иоффе Российской академии наук
Powered by webapplicationthemes.com - High quality HTML Theme